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Base d'informations et de formation sur le SARS-CoV-2 (Covid-19) à destination des professionnels de santé, enseignants et étudiants en santé

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Les caractéristiques et particularités virologiques du COVID-19

Dr Pantxika Bellecave
THRS PTBM-Virologie
CHU Bordeaux- Hôpital Pellegrin

Le SARS CoV2, virus responsable de la COVID-19, est le 3ème coronavirus humain (HCoV) hautement pathogène ayant émergé ces 20 dernières années, après le SARS CoV responsable de l’épidémie du syndrome respiratoire aigu sévère (SRAS) en 2002-2003 et le MERS CoV responsable de l’épidémie principalement centrée dans la péninsule Arabique depuis 2015. Le SARS CoV2 appartient à l’ordre des Nidovirales, famille des Coronaviridae. Dans cette famille, 4 genres sont retrouvés : les alpha-, beta-, gamma- et delta-coronavirus; les beta-CoV étant divisés en 4 clades. Le SARS CoV2 appartient au clade B, au même titre que le SARS CoV1 et des CoV infectant certaines chauves-souris. Le MERS CoV appartient au clade C et les 2 HCoV ubiquitaires OC43 et HKU1, que l’on retrouve fréquemment dans les infections respiratoires hautes et basses –généralement peu sévères – au clade A (1).

Le SARS CoV2 est un virus enveloppé à ARN monocaténaire positif d’environ 30 kb. Les analyses phylogénétiques réalisées lors de l’identification de ce nouveau coronavirus, ont montré que son génome présentait 79.5% d’identité avec le SARS CoV and 96% avec le coronavirus de chauve-souris. Ce résultat d’ailleurs a orienté vers l’origine zoonotique du SARS CoV2 puisque les chauves-souris sont connues pour être des réservoirs de coronavirus, même s’il est fortement envisagé qu’une espèce animale intermédiaire (le pangolin ?) ait joué un rôle dans le franchissement de barrière à l’homme.

Le génome du SARS CoV2 est composé de régions 5’ et 3’ non codantes flanquant une grande région codante. Les deux tiers du génome sont composées de 2 ORF (1a et 1b) chevauchants codant pour 2 polyprotéines pp1a et pp1ab. Ces polyprotéines sont maturées par la protéase virale pour générer les protéines formant le complexe de réplication/transcription, dont l’ARN polymérase ARN dépendante (RdRp). Sur la partie en 3’ du génome, se trouvent les gènes codant pour les protéines de structure dont les 4 majeures sont : la glycoprotéine Spike (S), la protéine d’enveloppe (E), la protéine de matrice (M) et la nucléocapside (N). L’enveloppe virale porte à sa surface de hautes projections formées de protéines de surface S donnant un aspect en couronne (d’où le nom « corona ») à la particule virale. Cette protéine S va utiliser l’enzyme de conversion de l’angiotensine ACE2 comme récepteur cellulaire, tout comme le SARS CoV, mais avec quelques différences détaillées ci-après, pour infecter les cellules de l’hôte. Cette propriété a d’ailleurs soulevé des craintes au début de l’épidémie COVID pour les patients traités par inhibiteurs de l’enzyme de conversion de l’angiotensine 1 (IEC) et les bloqueurs des récepteurs de type 1 à l’angiotensine II (ARAII) quant au fait d’augmenter le risque de développer un syndrome respiratoire aigu sévère en cas d’infection au COVID-19. On peut également supposer que l’expression du récepteur ACE2 dans des tissus autres que ceux du tractus respiratoire (digestif, rénal, cornée, cardiaque, etc..) augmente le tropisme viral et soit en lien avec la multiplicité des symptômes observée lors d’une infection par le SARS COV2.

La protéine de surface S est composée de 2 domaines. Le domaine S1 comprend les déterminants pour la fixation sur le récepteur alors que le domaine S2 est impliqué dans la fusion membranaire. Ces domaines sont retrouvés dans la protéine S du SARS CoV mais des différences structurales, ont été notées. Au niveau du domaine S1, se trouve le receptor binding domain (RBD). Différentes études ont montré que bien que le RBD de SARS CoV2 présente une affinité plus forte pour ACE2 que le RBD du SARS COV, la fixation de la protéine S à son récepteur n’en était pas plus efficiente. Cela pourrait s’expliquer par la conformation « couchée » du RBD dans la protéine S, qui affecterait l’accessibilité de cette région pour son ligand ACE2. Cette conformation « couchée » permet de masquer le RBD, qui est une région hautement immunogène, au système immunitaire. Comment le virus est-il aussi infectieux s’il n’est pas capable de se fixer de manière efficace ? Une explication potentielle réside dans la mécanistique de la deuxième étape de l’entrée. Pour permettre la fusion membranaire, la protéine S doit être activée par l’action de protéases au niveau de la jonction S1/S2, dissociant S1 de S2 qui va alors changer de conformation pour permettre l’internalisation du virus. Cette activation protéolytique est réalisée par une protéase sérine 2, TMPRSS2, et des cathepsines. Ces cofacteurs cellulaires constituent des cibles antivirales potentielles et l’inhibition de l’infection virale par du camostat mesylate est une piste thérapeutique. L’analyse des séquences du site de clivage S1/S2 a montré que le SARS CoV2 différait légèrement du SARS CoV et du CoV de chauve-souris. En effet une insertion de plusieurs acides aminés basiques, spécifiques du SARS CoV2, est reconnue comme site de clivage par une protéase intracellulaire ubiquitaire de type furine (proprotein convertase). Cette particularité permet l’activation de la protéine S et rend l’infection moins dépendante de l’expression de TMPRSS2 et des cathepsines, permettant ainsi l’entrée du virus dans un plus grand nombre de cellules (2)(3). Pour résumer, le SARS CoV2 de par les caractéristiques structurales de sa protéine S a su jongler entre l’échappement au système immunitaire en masquant le RBD et contrecarrer la perte d’affinité à son récepteur en sélectionnant une région multibasique permettant l’activation de la protéine S et favoriser l’infection des cellules. La compréhension détaillée des mécanismes d’entrée permet ainsi d’identifier de nouvelles cibles antivirales mais aussi d’appréhender au mieux les stratégies vaccinales.

Les HCoV sont les seuls virus à ARN pour lesquels le système de correction des erreurs (proofreading) a été décrit. Ainsi on estime le taux de mutations introduites lors de la réplication à 10-5-10-6 substitutions/base/cycle. Ceci est régulé par l’activité 3’-5’ exonucléase de la protéine nsp14, qui excise les nucléotides incorporés par erreur par l’ARN polymérase ARN dépendante virale nsp12. Outre cette capacité à générer des mutations ponctuelles, d’autres facteurs influencent la diversité génétique des hCoV : l’apparition de délétion ou insertion dans les régions codantes (comme par exemple la région polybasique dans la protéine de surface S dans le cas du SARS Cov2), les évènements de recombinaison intra et interspécifiques (probablement à l’origine du SARS CoV2) et l’organisation de la structure de la population virale en quasi espèces. Ces propriétés favorisent l’émergence de nouveaux virus et le passage de la barrière d’espèce. Cette plasticité virale peut bien évidement poser problème pour le développement de vaccins et d’antiviraux directs mais aussi pour la détection du virus par PCR. L’évolution génétique, et par conséquence la surveillance de la variabilité génomique du SARS CoV2 commence à être étudiée. En effet, il y a une forte coopération internationale avec la mise à disposition des données de séquençage. Pour en citer une, l’initiative GISAID (Global Initiative on Sharing All Influenza Data) EpiCoV, initialement créée pour la surveillance des virus influenza, a permis de recenser 43000 séquences génomique du SARS CoV2. Les premières analyses phylogénétiques issues de ces données indiquent que certaines régions, dans l’ORF1ab et le gène codant pour la protéine de surface S présentent des mutations récurrentes, probablement en lien avec l’adaptation du SARS CoV2 à l’homme (4). Ces banques de données s’enrichissant de jour en jour, il est nécessaire de réaliser régulièrement des études phylogénétiques, associées à l’épidémiologie du virus pour surveiller l’évolution de différentes souches virales circulantes qui pourraient avoir différents niveaux de virulence et de transmissibilité. De plus, l’identification des régions génomiques peu sujettes aux mutations permettra de développer des traitements ciblés et des stratégies vaccinales reposant sur des épitopes conservés.

Qu’en est-il de la réplication du SARS CoV2 chez l’homme et de sa détection par les techniques de biologie moléculaire? Lors de l’infection à SARS-CoV-2, la durée d’incubation va être d’environ 5 jours avant de déclarer (ou non) des symptômes. On estime que le pic de l’excrétion virale se situe dans les 3 jours précédant le début des symptômes, avec une quantité de virus correspondant à environ 108 copies d’ARN viral en moyenne (5). La durée d’excrétion virale dans les voies aériennes est ensuite variable (de 5 jours à plus de 5 semaines pour les formes les plus sévères). Le prélèvement de choix pour la recherche de l’ARN SARS CoV2 est l’écouvillon nasopharyngé, qui a la meilleure sensibilité comparée aux prélèvements oropharyngés ou salivaires. Chez les patients présentant une forme sévère, l’ARN SARS CoV2 peut être recherché dans les prélèvements respiratoires profonds. En effet les charges virales y sont souvent plus élevées que dans le nasopharynx mais ces gestes sont invasifs et risquent de produire des aérosols contenant des particules infectieuses. On peut aussi retrouver de l’ARN viral dans les selles jusqu’à 31 jours et une virémie transitoire chez certains patients (6). L’ARN viral est détecté par RT-PCR en temps réel, en utilisant des kits commerciaux validés et ayant pour la plupart une sensibilité analytique comparable (100 copies/réaction). Malgré ces performances, le rendu de résultats faussement négatifs a été discuté. En effet, certains patients pouvaient présenter les symptômes et une imagerie évocatrice d’une COVID-19 tout en ayant une RT-PCR négative. Certains patients peuvent présenter une charge virale faible ou négative dans les voies aériennes supérieures mais avoir une forte réplication virale dans les voies aériennes basses. Il est possible que le niveau d’expression du récepteur ACE2 joue un rôle dans cette compartimentation (7). Le Centre National de référence des virus respiratoires insiste aussi sur le lien direct existant entre la performance de la RT-PCR et la qualité des prélèvements réalisés. Ces prélèvements doivent être réalisés par des personnels expérimentés dès le début des symptômes, en utilisant des sites et méthodes de prélèvement ayant fait la preuve de leur haut rendement. Il est d’ailleurs peu utile de répéter le test chez un patient préalablement négatif, sauf s’il y a une suspicion clinique très forte (8).

Comme dit précédemment, la charge virale est très forte dans la phase d’incubation avec un risque important de contamination. Le contact-tracing et le dépistage massif prennent alors leur sens, pour éviter une nouvelle vague de patients atteints et revivre le scenario de ces dernières semaines. Malgré les données scientifiques qui enrichissent quotidiennement notre connaissance du SARS CoV-2, ce coronavirus n’en demeure pas moins un nouveau pathogène, dont il est difficile de prévoir l’évolution les prochains mois.

Références

1. Astrid Vabret, Meriadeg Arh Gouilh. CORONAVIRUS. In: Traité de Virologie Médicale., 2019; 547–62.

2. Shang J, Wan Y, Luo C, et al. Cell entry mechanisms of SARS-CoV-2. Proc Natl Acad Sci 2020; 117: 11727.

3. Hoffmann M, Kleine-Weber H, Pöhlmann S. A Multibasic Cleavage Site in the Spike Protein of SARS-CoV-2 Is Essential for Infection of Human Lung Cells. Mol Cell 2020; 78: 779–784.e5.

4. van Dorp L, Acman M, Richard D, et al. Emergence of genomic diversity and recurrent mutations in SARS-CoV-2. Infect Genet Evol 2020; 83: 104351.

5. He X, Lau EHY, Wu P, et al. Temporal dynamics in viral shedding and transmissibility of COVID-19. Nat Med 2020; 26: 672–5.

6. Zheng S, Fan J, Yu F, et al. Viral load dynamics and disease severity in patients infected with SARS-CoV-2 in Zhejiang province, China, January-March 2020: retrospective cohort study. BMJ 2020; 369: m1443.

7. Fang FC, Naccache SN, Greninger AL. The Laboratory Diagnosis of COVID-19-- Frequently-Asked Questions. Clin Infect Dis 2020. Available at: https://doi.org/10.1093/cid/ciaa742. Accessed June 15, 2020.

8. https://www.sfm-microbiologie.org/wp-content/uploads/2020/05/Mise-au-point-sur-la-sensibilité-des-tests-RT-PCR_CNR.pdf.